キャピラリーシーケンサー（ABI310）の使い方を概説する。
現在使用可能なABI310は理学部とコラボ棟にある。異なる点が以下の通り。
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| キャピラリーの設定 |
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| 解析可能なReady Reaction Mix |
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Dye terminator |
| 1サンプルあたりの解析時間 |
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| 1サンプルあたりの解析能 |
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| 解析に使用するコンピューターのOS |
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目的に応じて使い分ける必要がある。
コラボ棟のABI310は予約が非常に混んでいる（31/01/03現在、16/02/03まで予約でいっぱい）ため、サンプル数を増やして理学部で解析した方が結果的には早いかもしれない。
このテキスト版のプロトコルでは十分に説明できていない点も多いため、実際の使用の前に必ず、キャピラリーシーケンサーを使用できる人から説明を受けて下さい。
（1）サンプルの調製
シーケンスサンプルの調製で解説したとおり。
シーケンスリアクション後、エタ沈して真空乾燥させる。
20ulのTSR（Template Suppression Reagent）に懸濁後、熱ショック（95℃で2min）して急冷する。
（2）泳動の準備
2-1）コンピューターの設定
1）解析用コンピューターを立ち上げる（Mac）。あるいは再起動する（WindowsNT）。
起動が完了したらABI PRISM 310 collectionを立ち上げる。
2）Statusメニューを呼び出し、シーケンサーが待機中であるのを確認する。
Run kV=0 or Off、レーザースタンバイ又はOff
3）Temperature SetのValueを50に設定してExecuteをクリック。
50℃まで上昇しないと泳動が始まらないので、まず温度の設定を行っておくとよい
2−2）シーケンサーのバッファーの交換
シーケンス用バッファーは2日ごとに交換が必要になる。
10x Genetic Analyzer Buffer with EDTAをDDWで1/10希釈して用いる。
1回のバッファー交換に、最低13mlが必要である（DDW 12.6ml + 10xGAB with EDTA 1.4ml）。
1）シーケンサー本体全面のドアを開け、Trayボタンを押してオートサンプラーを手前に移動させる。
2）交換可能なバイアルまたはチューブを抜き、すぐにTrayボタンを押して元に戻す。
キャピラリーが乾かないように手早く行う。
3）バッファー又はDDWを交換し、バイアルをきちんと拭いてから元に戻す。
バッファー又はDDWの交換については以下の通り。
トレープラットフォーム
| バイアル1 | 1xGAB with EDTA（4ml） | 泳動用バッファー | 古いバッファーを捨てて水で洗い、リンスして新しいバッファーを加える。 必ずバイアル外側と内側の水滴を拭いてからトレープラットフォームにセットし直すこと。水滴が残っていると、泳動時の放電などで本体が緊急停止することがある。 |
| バイアル2 | DDW（4ml） | キャピラリー電極のリンス用 | 中身を捨て、新しいDDWを入れる。 |
| チューブ3 | DDW（1ml） | ポリマーの廃棄容器 | 中身を捨て、新しいDDWを入れる |
陽極バッファージャー
| Anode | 1xGAB with EDTA（9ml） | 陽極のバッファーリザーバー 泳動サンプルの廃棄容器 |
古いバッファーを捨てて水で洗い、リンスして新しいバッファーを加える。 ポンプブロックにセットする。 |
（3）泳動
3-1）サンプルのセット
1）アナライザーチューブにサンプルを移し、チューブセプタできっちりと蓋をする。
セプタがきっちりはまっていないと、電極やキャピラリーが曲がるので注意すること。
2）48 well トレーにセットする（A1, A3, A5, ... B2, B4, B6, ...の順にセットする）。
3）TRAYボタンを押してオートサンプラーを手前に移動させ、サンプルをセットしたトレーを載せる。
右奥がA1の位置になる。
4）RAYボタンを押してオートサンプラーを元の位置に戻し、シーケンサー本体のドアを閉める。
3-2）コンピューターのセット
理学部の解析用コンピューターはWindowsNTをOSとして使っている。
Windowsでは多くの特殊記号（.や-や/など）は使えない。_を使用すること。
1）ABI PRISM 310 collection のFile メニューからNewを選択し、Sequence Smpl Sheet 48 Tubeを選ぶ。
2）サンプル情報を入力する。設定は以下の通り
| 理学部のABI310 BigDye（ver. 1.1）の場合 Dye：DT310POP6{BD}mob, Matrix：BDV1 BigDye（ver. 3.0）の場合 Dye：DT310POP6{BDV3}mob, Matrix：BDV3 |
| コラボ棟のABI310 BigDyeの場合 Dye：DT POP6{BD Set Any-Primer}, Matrix： Dyeの場合 Dye：DT POP6, Matrix：FS0501A |
| 理学部のABI310 BigDye（ver. 1.1）の場合 SeqPOP6Rapid(1ml)E.md4 BigDye（ver. 3.0）の場合 SeqPOP6Rapid(1ml)E.md4 |
| コラボ棟のABI310 BigDyeの場合 SeqPOP6 E Dyeの場合 SeqPOP6 A |
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| デフォルト設定 |
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| オススメ設定 |
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（5）シーケンスデータの解析
泳動が完了すると、取り込まれたデータは自動で解析されて塩基配列を書き出してくれる。
Sequencing AnalysisのサンプルシートのSample Nameをダブルクリックすることで波形などのデータを参照できる。
個々のシーケンスデータファイルはSequenceRunsフォルダ内に「RunFolder+泳動時間」という名前のフォルダが作られ（「Run
Folder-1-28-03-8-26-PM」など）、その中にまとめて入っている。
5-1）理学部の場合
理学部の場合、WindowsNTを使用しているため、そのままではMacではシーケンスデータファイルを開くことが出来ない。
Sample File Win to Macを利用するとMacでも閲覧可能になる。
またWindows版は自動ではテキスト版の塩基配列データは作製されない。
テキスト版塩基配列データを作際する際は、サンプルシートのF（ファクチューラー）にチェックを入れ、ファクチューラーの設定をSeq_edit_txtを選択して再解析することで作成可能。
5-2）コラボ棟の場合
ゲルシーケンサーと同様。
いずれの場合もデータはフロッピーDiscを使用して保存する。
キャピラリーシーケンサーを設置してある部屋は、冬は最低でも18℃くらいの暖房を入れておく必要がある。
温度が下がりすぎるとキャピラリー内でUreaが析出して、泳動度や分離が悪くなる。
サンプル数が多い場合、例えば16サンプルを泳動したい場合、Long設定では2日かけて泳動することになる。
このような場合、8サンプルずつに分けて泳動したほうがよい。
8サンプルの泳動が終わった時点でいったん泳動を停止して泳動用のバッファーを交換し、残りのサンプルの泳動を行った方が分離が良い。
文責：平滑王